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FKM多光谱荧光动态显微成像系统

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  • 公司名称北京易科泰生态技术有限公司
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  • 厂商性质其他
  • 更新时间2024/2/7 17:35:47
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北京易科泰生态技术有限公司成立于2002年,为国家,致力于生态-农业-健康研究监测技术推广、研发与服务,特别是在光谱成像技术(高光谱成像技术、叶绿素荧光成像技术、红外热成像技术、无人机遥感等)、植物表型分析技术、呼吸与能量代谢测量技术等方面,与企业PSI、Specim、Sable等合作,致力于植物科学、土壤与地球科学、动物能量代谢、水体与藻类及生态环境领域*仪器技术的引进推广和技术研发集成,为植物/作物表型分析、生态修复及生态保护、能量代谢测量等提供规划设计、技术方案与系统集成、技术咨询与科技服务。公司技术团队80%以上具备硕士或硕士以上学位,并与研究生院、中科院植物研究所、中科院动物所、中科院地理科学与资源研究所、中国农科院、中国林科院、中国环科院、中国水科院、清华大学、中国农业大学、北京林业大学、北京大学、中国海洋大学、陕西师范大学、内蒙古大学等建立了长期的技术合作交流关系。 公司下设有叶绿素荧光技术与植物表型业务部、EcoLab?实验室、光谱成像与无人机遥感事业部及无人机遥感研究中心(与陕西师范大学合作建立)、动物能量代谢实验室、内蒙古阿拉善蒙古牛生态牧业研究院及青岛分公司。实验室拥有叶绿素荧光成像、叶绿素荧光仪、水体藻类荧光仪、SPECIM高光谱仪、WORKSWELL红外热成像仪、EasyChem、MicroMac1000水质在线监测系统、ACE土壤呼吸自动监测系统、SoilBox便携式土壤气体通量测量系统、动物呼吸测量系统、LCpro+光合作用测量仪、Hood土壤入渗仪、年轮分析仪等各种仪器设备,可以进行实验研究分析、实验培训等,欢迎与易科泰生态研究室开展合作研究。 易科泰公司与欧洲PSI公司(叶绿素荧光技术与表型分析技术)、美国SABLE公司(动物能量代谢技术)、欧洲SPECIM公司(高光谱成像技术)、欧洲WORKSWELL公司(红外热成像技术)、欧洲Lightigo公司(LIBS元素分析技术)、欧洲BCN无人机遥感中心、欧洲ITRAX公司(样芯密度扫描与元素分析)、美国VERIS公司、英国ADC公司、德国UGT公司、欧洲SYSTEA公司等国际生态仪器技术领域的研发机构和厂商建立了密切的合作关系,在FluorCam叶绿素荧光成像与荧光测量技术、PlantScreen植物表型分析技术、高光谱成像技术、红外热成像技术、光合作用与植物生理生态研究监测、土壤呼吸与碳通量研究监测、动物呼吸代谢测量、水质分析与藻类研究监测、CoreScanner样芯密度CT与元素分析技术、LIBS元素分析技术、无人机生态遥感技术等生态仪器技术及其系统方案集成有着丰富的经验,成为我国农业、林业、地球科学、生态环境研究等领域科技进步的重要研究技术支持力量。由公司研制生产的EcoDrone?无人机遥感平台、SoilTron?多功能小型蒸渗仪技术、SoilBox?土壤呼吸测量技术、PhenoPlot?轻便型作物表型分析系统、SCG-N土壤剖面CO2/O2梯度监测系统、植物生理生态监测技术、动物能量代谢测量技术等,在中科院修购项目、学科群项目、CERN网络(生态系统监测网络)等项目中发挥重要作用 “工欲善其事,必先利其器”,易科泰公司将秉承“利其器,善其事”的经营理念,为国内生态-农业-健康研究与发展提供的技术方案和服务。
FKM多光谱荧光动态显微成像系统
FKM多光谱荧光动态显微成像系统 产品信息

FKM多光谱荧光动态显微成像系统

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FKM(Fluorescence Kinetic Microscope)多光谱荧光动态显微成像系统是目前功能强大全面的植物显微荧光研究仪器,是基于FluorCam叶绿素荧光成像技术的显微成像定制系统。它由包含可扩展部件的增强显微镜、高分辨率CCD相机、激发光源组、光谱仪、控温模块以及相应的控制单元和专用的工作站与分析软件组成。它不仅可以进行微藻、单个细胞、单个叶绿体乃至基粒-基质类囊体片段进行Fv/Fm、Kautsky诱导效应、荧光淬灭、OJIP快速荧光响应曲线、QA再氧化等各种叶绿素荧光及MCF多光谱荧光(multicolor fluorescence)成像分析;还能通过激发光源组进行进行任意荧光激发和荧光释放波段的测量,从而进行GFP、DAPI、DiBAC4、SYTOX、CTC等荧光蛋白、荧光染料以及藻青蛋白、藻红蛋白、藻胆素等藻类*荧光色素的成像分析;更可以利用光谱仪对各种荧光进行光谱分析,区分各发色团(例如PSI和PSII及各种捕光色素复合体等)并进行深入分析。

FKM多光谱荧光动态显微成像系统使荧光成像技术真正成为光合作用机理研究的探针,使科研工作者在藻类和高等植物细胞与亚细胞层次深入理解光合作用过程及该过程中发生的各种变化,为直接研究叶绿体中光合系统的工作机理提供了有力的工具。FKM作为藻类/植物表型和基因型显微研究的双重利器,得到了学界的广泛认可并取得了大量的科研成果。

功能特点

•内置现今叶绿素荧光研究的全部程序,如Fv/Fm、Kautsky诱导效应、荧光淬灭、OJIP快速荧光响应曲线、QA再氧化等,可获得70余项参数。

•配备10倍、20倍、40倍、63倍和100倍专用生物荧光物镜,可以清晰观测到叶绿体及其发出的荧光。

•激发光源组中包括红外光、红光、蓝光、绿光、白光、紫外光和远红光等,通过红蓝绿三色光还可以调出可见光谱中的任何一种色光,能够研究植物/藻类中任何一种色素分子或发色团。

•可进行GFP、DAPI、DiBAC4、SYTOX、CTC等荧光蛋白、荧光染料的成像分析

•高分辨率光谱仪能够深入解析各种荧光的光谱图。

•控温系统可以保证实验样品在同等温度条件下进行测量,提高实验精度,也可以进行高温/低温胁迫研究。

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应用领域image.png

• 微藻、大型藻类/高等植物的单个细胞、单个叶绿体、基粒-基质类囊体片段等的显微结构植物光合生理研究

• 藻类/植物逆境研究

• 生物和非生物胁迫的研究

• 藻类/植物抗胁迫能力及易感性研究

• 突变体筛选及光合机理研究

• 藻类长势与产量评估

• 藻类*色素与光合作用关系

• 藻类/植物——微生物交互作用研究

• 藻类/植物——原生动物交互作用研究

• 基因工程与分子生物学研究

测量样品

• 植物活体切片

• 植物表皮

• 植物细胞

• 绿藻、蓝藻等各种单细胞和多细胞微藻

• 叶绿体提取液

• 类囊体提取液

• 含有叶绿体的原生动物

工作原理

FKM分析过程中,通过连接在显微镜上的激发光源组和内置在6位滤波轮中的一系列滤波器、分光镜激发植物样品中各种发色团的动态荧光。样品激发出的荧光经显微镜放大后进行荧光光谱分析和荧光动力学成像分析。SM 9000光谱仪通过光纤与显微镜连接,以进行激发荧光光谱分析。安装在显微镜顶部的高分辨率CCD相机则用于荧光动力学成像分析。全部工作过程通过工作站和控制单元按照预先设定好的程序自动进行。测量过程中,可通过温控模块调控藻类、植物细胞等实验样品的温度。蠕动泵可以实现培养藻类的连续测量。

仪器组成image.png

1. 增强显微镜

2. 高分辨率CCD相机

3. 激发光源组

4. SM 9000光谱仪

5. 主控制单元

6. 工作站及软件

7. 控温模块的控制单元

8. 6位滤波轮

技术参数

• 测量参数

Fo, Fo’, Fs, Fm, Fm’, Fp, FtDn, FtLn, Fv, Fv'/ Fm', Fv/ Fm ,Fv',Ft,ΦPSII, NPQ_Dn, NPQ_Ln, Qp_Dn, Qp_Ln, qN, qP,QY, QY_Ln, Rfd, ETR等50多个叶绿素荧光参数,每个参数均可显示2维荧光彩色图像

OJIP快速荧光曲线:测定分析OJIP曲线与二十几项相关参数包括:Fo、Fj、Fi、P或Fm、Vj、Vi、Mo、Area 、Fix Area、Sm 、Ss 、N(QA还原周转数量)、Phi¬¬¬_Po 、Psi_o 、Phi_Eo、Phi_Do、Phi_pav、ABS/RC(单位反应中心的吸收光量子通量)、TRo/RC(单位反应中心初始捕获光量子通量)、ETo/RC(单位反应中心初始电子传递光量子通量)、DIo/RC(单位反应中心能量散失)、ABS/CS(单位样品截面的吸收光量子通量)、TRo/CSo、RC/CSx(反应中心密度)、PIABS(基于吸收光量子通量的“性能”指数或称生存指数)、PIcs(基于截面的“性能”指数或称生存指数)等(选配)

GFP、DAPI、DiBAC4、SYTOX、CTC等荧光蛋白和荧光染料的成像分析(选配)

QA再氧化动力学曲线(选配)

Spectrum荧光光谱图(选配)

•具备完备的自动测量程序(protocol),可自由对自动测量程序进行编辑

Fv/Fm:测量参数包括Fo,Fm,Fv,QY等

Kautsky诱导效应:Fo,Fp,Fv,Ft_Lss,QY,Rfd等荧光参数

荧光淬灭分析:Fo,Fm,Fp,Fs,Fv,QY,ΦII,NPQ,Qp,Rfd,qL等50多个参数,2套制式程序

光响应曲线LC:Fo,Fm,QY,QY_Ln,ETR等荧光参数

Dyes & FPs稳态荧光成像测量

OJIP快速荧光动力学分析:Mo(OJIP曲线初始斜率)、OJIP固定面积、Sm(对关闭所有光反应中心所需能量的量度)、QY、PI等26个参数(选配)

QA再氧化动力学(选配)

Spectrum荧光光谱分析(选配)

•荧光激发光源:红外光、红光、橙光、蓝光、绿光、白光、紫外光等可选,根据客户要求定制光源组

•透射光源(选配):白光、远红光

高分辨率TOMI-2 CCD传感器:

逐行扫描CCD

图像分辨率:1360×1024像素

时间分辨率:在图像分辨率下可达每秒20帧

A/D 转换分辨率:16位(65536灰度色阶)

像元尺寸:6.45µm×6.45µm

运行模式:1)动态视频模式,用于叶绿素荧光参数测量;2)快照模式,用于GFP等荧光蛋白和荧光染料测量

通讯模式:千兆以太网

•显微镜:Axio Imager M2,可选配Axio Scope A1简洁版或Axio Imager Z2高级版

物镜转盘:研究级7孔自动物镜转盘

透射光快门image.png

聚光器 Achr Apl 0.9 H

6位反光镜转盘

双目镜筒(100:0/30:70/0:100)

机械载物台:75×50mm,硬膜阳极氧化表面

样品架:76×26mm

•物镜:10倍、20倍、40倍、63倍和100倍专用生物荧光物镜(可选)

•6位滤波轮:叶绿素荧光、GFP/SYTOX、DAPI/CTC等

•SM9000光谱仪

入射狭缝:70µm×1400µm

光栅:平场型校正

光谱范围:200-980nm

波长精确度:<0.5nm

再现性:<0.1nm

温度漂移:<0.01nm/K

•温度调控模块:温度调节范围 5℃-70℃,精确度0.1℃

•蠕动泵(选配):流速10-5600µl/min,用于藻类连续培养测量

•FluorCam叶绿素荧光成像分析软件功能:具Live(实况测试)、Protocols(实验程序选择定制)、Pre–processing(成像预处理)、Result(成像分析结果)等功能菜单

image.png

•客户定制实验程序协议(protocols):可设定时间(如测量光持续时间、光化学光持续时间、测量时间等)、光强(如不同光质光化学光强度、饱和光闪强度、调制测量光等),具备专用实验程序语言和脚本,用户也可利用Protocol菜单中的向导程序模版自由创建新的实验程序

•自动测量分析功能:可设置一个实验程序(Protocol)自动无人值守循环成像测量,重复次数及间隔时间客户自定义,成像测量数据自动按时间日期存入计算机(带时间戳)

•快照(snapshot)模式:通过快照成像模式,可以自由调节光强、快门时间及灵敏度得到清晰突出的植物样本稳态荧光和瞬时荧光图片

•成像预处理:程序软件可自动识别多个植物样品或多个区域,也可手动选择区域(Region of interest,ROI)。手动选区的形状可以是方形、圆形、任意多边形或扇形。软件可自动测量分析每个样品和选定区域的荧光动力学曲线及相应参数,样品或区域数量不受限制(>1000)

•数据分析模式:具备“信号计算再平均”模式(算数平均值)和“信号平均再计算”模式,在高信噪比的情况下选用“信号计算再平均”模式,在低信噪比的情况下选择“信号平均再计算”模式以过滤掉噪音带来的误差

•输出结果:高时间解析度荧光动态图、荧光动态变化视频、荧光参数Excel文件、直方图、不同参数成像图、不同ROI的荧光参数列表等

叶绿素荧光与光谱分析结果

典型应用:

产地:捷克

参考文献:

1.Küpper H, et al. 2019. Analysis of OJIP Chlorophyll Fluorescence Kinetics and QA Reoxidation Kinetics by Direct Fast Imaging. Plant Physiology 179: 369-381

2.Konert G, et al. 2019. Protein arrangement factor: a new photosynthetic parameter characterizing the organization of thylakoid membrane proteins. Physiologia Plantarum 166: 264-277.

3.Exposito-Rodriguez M, et al. 2017. Photosynthesis-dependent H2O2 transfer from chloroplasts to nuclei provides a high-light signalling mechanism. Nature Communications, 8: 49

4.Higo S, et al. 2017. Application of a pulse-amplitude-modulation (PAM) fluorometer reveals its usefulness and robustness in the prediction of Karenia mikimotoi blooms: A case study in Sasebo Bay, Nagasaki, Japan. Harmful Algae, 61:63-70

5.Jacobs M, et al. 2016. Photonic multilayer structure of Begonia chloroplasts enhances photosynthetic efficiency. Nature Plants, doi:10.1038/nplants.2016.162

6.Andresen E, et al. 2016. Cadmium toxicity investigated at the physiological and biophysical levels under environmentally relevant conditions using the aquatic model plant Ceratophyllum demersum. New Phytol., 210(4):1244-1258

7.Thomas G, et al. 2016. Deficiency and toxicity of nanomolar copper in low irradiance—A physiological and metalloproteomic study in the aquatic plant Ceratophyllum demersum. Aquatic Toxicology, 177:226-236

8.Fujise L, et al. 2014. Moderate Thermal Stress Causes Active and Immediate Expulsion of Photosynthetically Damaged Zooxanthellae (Symbiodinium) from Corals. PLOS ONE, DOI:10.1371/journal.pone.0114321

9.Gorecka M, et al. 2014. Abscisic acid signalling determines susceptibility of bundle sheath cells to photoinhibition in high light-exposed Arabidopsis leaves. Philosophical Transactions of the Royal Society B, 369(1640), DOI: 10.1098/rstb.2013.0234

10.Mishra S, et al. 2014. A different sequence of events than previously reported leads to arsenic-induced damage in Ceratophyllum demersum L. Metallomics, 6: 444-454

11.Ferimazova N, et al. 2013. Regulation of photosynthesis during heterocyst differentiation in Anabaena sp. strain PCC 7120 investigated in vivo at single-cell level by chlorophyll fluorescence kinetic microscopy. Photosynthesis Research, 116(1): 79-91

12.Andresen E, et al. 2013. Effects of Cd & Ni toxicity to Ceratophyllum demersum under environmentally relevant conditions in soft & hard water including a German lake. Aquatic Toxicology. 142–143, 15: 387–402

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