指示选择性培养基基础特殊培养法
二倍体细胞培养法与一般培养相同，关键在于传代，其传代程序为：
1.吸除旧培养液注入另瓶中。
2.用温BSS冲洗1次。
3.用0.25%温*消化，加入消化液量以仅覆盖细胞层即可；作用1~5分钟。
4.待细胞附着松动、细胞质边缘卷起和间隔加大，便终止消化。为防止细胞丢失,可不必再用BSS冲洗,直接向瓶中加入培养液（新旧培养液按2：1新旧混合）。
5.轻轻反复吹打制成单个细胞悬液。
6.按一分为二比例接种培养。
使用饲细胞(Feeder Cells)。制备方法：
1.取原代培养的人或动物胚胎成纤维细胞，90%汇合时制成细胞悬液，再按105细胞/毫升重新接种培养。
2.在细胞半汇合时，准备0.25μg/ml的丝裂霉素C，按2μg/106细胞的量加入到培养瓶中过夜；或用射线单次照射，剂量30～50戈瑞。
3.细胞经上述处理后，Hanks液漂洗两次、更换培养液、再培养24小时，*消化细胞制成悬液，按5×104（104细胞/cm2）接种入新指示选择性培养基基础中。
4.48小时后，即可用于细胞克隆之用。
细胞分离（克隆）培养
多孔塑料培养板单细胞克隆法：
1.消化：取健康待克隆细胞，吸出瓶内培养液，加消化液。
2.低密度细胞悬液的制备：做克隆细胞时首先需先用消化法制备出分散成单个细胞悬液，然后稀释细胞，使之成为1~2细胞/毫升悬液，zui适宜细胞密度为1~2细胞/ml培养液。
3.接种：先用吸管轻轻吹打细胞悬液，使混悬均匀，继用加样器向塑料培养板每孔内加0.5毫升。接种时要迅速准确，争取在zui短时间内加完，以免培养液蒸发，然后迅速盖好盖板，置CO2温箱培养。
4.标记：培养6~12小时后，待细胞下沉冰贴附于培养板孔底后，从温箱中取出，置倒置光显微镜台上，观察和标记下含有单个细胞的孔，置CO2温箱培养。在培养中一般无需换液，只有在细胞增长过于缓慢时才可进行换液。换液时先吸除旧培养基，但不要吸除过多，余少许，以免细胞干涸。然后再迅速补加新鲜克隆培养液，继续培养3~4周。待孔内细胞增至500~600个时，可进行分离培养。
5.分离扩大培养：培养86~96小时后进行观察。挑选生长良好的单细胞克隆孔，先吸除旧培养液，用Hanks洗1~2次，继加*少许，加入量已能覆盖细胞群即可，如过多，应吸除多余消化液。置于倒置显微镜下窥视，待发现细胞变圆时，加入0.1ml含10%血清的克隆培养基，用吸管轻轻吹打，当细胞离开底物悬浮后，一并吸入管内，移入另瓶或皿中，再补加一定量克隆培养液，置CO2温箱中继续培养、增殖，使之形成新的细胞群后，即转用常规培养法培养。
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